Развитие технологий синтетической биологии и точного геномного редактирования открывает новые перспективы в пищевой биотехнологии. В пивоварении ключевым производственным микроорганизмом выступают штаммы дрожжей Saccharomyces cerevisiae, метаболизм которых напрямую определяет сенсорные характеристики конечного продукта — букет эфиров, высших спиртов, фенольных соединений и органических кислот. Традиционная селекция штаммов ограничена в возможности целевой модуляции сложных признаков. Целью работы являлась экспериментальная проверка возможности направленного изменения органолептического профиля пива методами редактирования генома пивоваренных дрожжей. На основе штамма S. cerevisiae WLP001 эля типа с использованием системы CRISPR/Cas9 получены два модифицированных штамма: с интеграцией в локус HO кассеты сверхэкспрессии генов ATF1 и MTT1 под контролем конститутивного промотора PGK1p и с полным удалением открытой рамки считывания гена POF1. Модельное брожение проводили в лабораторных ферментерах вместимостью 2 дм³ на охмелённом сусле с массовой долей экстракта 12 % при температуре 20 °C в трёх биологических повторностях; полученные образцы анализировали методом ГХ-МС и оценивали по методологии EBC. У штамма со сверхэкспрессией концентрация ацетата изоамила возросла с 1,8 до 5,67 мг/дм³, ацетата этила — с 12,5 до 35,0 мг/дм³ (p < 0,01) при неизменном уровне изоамилового спирта, что свидетельствует о перераспределении потока метаболитов в сторону этерификации. У штамма с делецией POF1 4-винилгваякол не детектирован при содержании 0,35 мг/дм³ в контроле. Сенсорная оценка подтвердила аналитические данные. Модификации не повлияли на степень сбраживания (76–78 %), флокуляционную способность и жизнеспособность клеток после брожения (свыше 95 %), что указывает на возможность изолированного изменения ароматобразующего потенциала без ущерба для технологических свойств штамма.

1. DiCarlo J.E., Norville J.E., Mali P. et al. Genome engineering in Saccharomyces cerevisiae using CRISPR-Cas systems. Nucleic Acids Research. 2013. vol. 41. no. 7. pp. 4336–4343. doi: 10.1093/nar/gkt135.

2. Gallone B., Steensels J., Prahl T. et al. Domestication and divergence of Saccharomyces cerevisiae beer yeasts. Cell. 2016. vol. 166. no. 6. pp. 1397–1410. doi: 10.1016/j.cell.2016.08.020.

3. Krogerus K., Magalhães F., Vidgren V., Gibson B.R. Novel brewing yeast hybrids: creation and application. Applied Microbiology and Biotechnology. 2017. vol. 101. no. 1. pp. 65–78. doi: 10.1007/s00253-016-8007-5.

4. Lian J., Bao Z., Hu S., Zhao H. Engineered CRISPR/Cas9 system for multiplex genome editing in Saccharomyces cerevisiae. Metabolic Engineering. 2015. vol. 29. pp. 286–296. doi: 10.1016/j.ymben.2015.04.004.

5. Mans R., et al. CRISPR/Cas9: a molecular Swiss army knife for simultaneous introduction of multiple genetic modifications in Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Research. 2015. vol. 15. no. 2. doi: 10.1093/femsyr/fov004.

6. Nielsen J., Keasling J.D. Engineering cellular metabolism. Cell. 2016. vol. 164. no. 6. pp. 1185–1197. doi: 10.1016/j.cell.2016.02.004.

7. Saerens S.M.G., Delvaux F., Verstrepen K.J., Thevelein J.M. Production and biological function of volatile esters in Saccharomyces cerevisiae. Microbial Biotechnology. 2010. vol. 3. no. 2. pp. 165–177. doi: 10.1111/j.1751-7915.2009.00106.x.

8. Saerens S.M.G., et al. The Saccharomyces cerevisiae EHT1 and EEB1 genes encode novel enzymes with medium-chain fatty acid ethyl ester synthesis and hydrolysis capacity. Journal of Biological Chemistry. 2006. vol. 281. no. 7. pp. 4446–4456. doi: 10.1074/jbc.M512028200.

9. Steensels J., Verstrepen K.J. Taming wild yeast: potential of conventional and nonconventional yeasts in industrial fermentations. Annual Review of Microbiology. 2014. vol. 68. pp. 61–80. doi: 10.1146/annurev-micro-091213-113025.

10. Verstrepen K.J., Derdelinckx G., Dufour J.P. et al. Flavor-active esters: adding fruitiness to beer. Journal of Bioscience and Bioengineering. 2003. vol. 96. no. 2. pp. 110–118. doi: 10.1016/S1389-1723(03)90112-5.

11. Fujii T., Yoshimoto H., Tamai Y. Acetate esters in beer and their control during fermentation. Journal of Bioscience and Bioengineering. 1997. vol. 84. no. 2. pp. 150–155.

12. Yoshimoto H. et al. Genetic and physiological factors affecting formation of ethyl acetate in Saccharomyces cerevisiae. J. of Bioscience and Bioengineering. 2002. vol. 94. no. 4. pp. 347–351. doi: 10.1016/S1389-1723(02)80179-5.

13. Jessop-Fabre M.M. et al. EasyClone-MarkerFree: a vector toolkit for marker-less integration of genes into Saccharomyces cerevisiae via CRISPR-Cas9. Biotechnology Journal. 2016. vol. 11. no. 8. pp. 1110–1117.

14. Gietz R.D., Schiestl R.H. High-efficiency yeast transformation using the LiAc/SS carrier DNA/PEG method. Nature Protocols. 2007. vol. 2. no. 1. pp. 31–34. doi: 10.1038/nprot.2007.13.

15. Bordbar A., Monk J.M., King Z.A., Palsson B.O. Constraint-based models predict metabolic and associated cellular functions. Nature Reviews Genetics. 2014. vol. 15. no. 2. pp. 107–120. doi: 10.1038/nrg3643.

16. Han S., Jang H.W., Park S. et al. Unlocking the flavor potential of brewing yeast with CRISPR/Cas9 genome editing. LWT – Food Science and Technology. 2025. vol. 230. article 118254. doi: 10.1016/j.lwt.2025.118254.

17. Yeast bioflavoring in beer: complexity decoded and built up again. Fermentation. 2024. vol. 10. no. 4. article 183. doi: 10.3390/fermentation10040183.

18. Dank A., Smid E.J., Notebaart R.A. CRISPR-Cas genome engineering of esterase activity in Saccharomyces cerevisiae steers aroma formation. BMC Research Notes. 2018. vol. 11. article 682. doi: 10.1186/s13104-018-3788-5.

19. Mertens S. et al. Reducing phenolic off-flavors through CRISPR-based gene editing of the FDC1 gene in Saccharomyces cerevisiae × Saccharomyces eubayanus hybrid lager beer yeasts. PLOS ONE. 2019. vol. 14. no. 10.

20. Krogerus K., Gibson B. Polygenic analysis in absence of major effector ATF1 unveils novel components in yeast flavor ester biosynthesis. mBio. 2018. vol. 9. no. 5. article e01279-18. doi: 10.1128/mBio.01279-18.