В работе проведено комплексное исследование биологически активных пептидов, полученных при ферментативном гидролизе белка промышленной конопли протеазами растительного происхождения (бромелаином и папаином). Целью исследования являлась идентификация пептидных последовательностей и оценка их потенциальной биологической активности методом молекулярного докинга. С использованием ВЭЖХ LC-MS/MS были идентифицированы 2381 и 2752 пептидов в гидролизатах белка конопли, обработанных бромелаином и папаином, соответственно. Прогнозирование с помощью базы данных BIOPEP-UWM показало, что все полученные последовательности обладают ингибирующей активностью в отношении АПФ и ДПП4. Также некоторые пептиды ингибировали ренин, α-глюкозидазу, глутаматкарбоксипептидазу II и неприлизин, дополнительно были выявлены антиоксидантные, иммуностимулирующие и нейропротекторные свойства. In silico оценка физико-химических параметров подтвердила высокую растворимость, отсутствие токсичности и умеренную стабильность в условиях, имитирующих кишечную среду и кровь: средний период полураспада пептидов в кишечнике, полученных с использованием бромелаина, составлял 1,2 с, а у папаиновых последовательностей – 1,25 с; средний период полураспада в крови составил 13,6 мин для всех пептидов. Результаты молекулярного докинга в AutoDock Vina выявили высокую ингибирующую способность пептидов к активным центрам белков-мишеней (с энергией связывания от -5,749 до -11,120 ккал/моль). В качестве пептидов с наименьшей энергией взаимодействия были выбраны: YGRDEISVF с АПФ (-9,569 ккал/моль); FDERIRE с ДПП4 (-7,995); NPHEDFPQSRR c МПО (-11,120); ARFDERIRE c ренином (-7,728); GNPEDEFEQLRR с альфа-глюкозидазой (-6,535); YGRDEISVF с GCP2 (-9,702); AREPDTRVE с неприлизином (-9,333). Была выявлена зависимость между величиной энергии связывания и количеством контактов с ключевыми карманами (активными центрами) белков-мишеней. Полученные данные указывают на перспективность пептидов конопли как биоактивных агентов. Выбранный нами подход позволяет выбрать пептиды, которые в дальнейшем будут исследоваться in vitro и in vivo.

1. Minkiewicz P., Iwaniak A., Darewicz M. BIOPEP-UWM database of bioactive peptides: current opportunities // International Journal of Molecular Sciences. 2019. V. 20. № 23. P. 5978. doi: 10.3390/ijms20235978

2. Mengyuan Z., Chen C., Feng W. et al. Identification and molecular mechanism of novel α-glucosidase inhibitory peptides from the hydrolysate of hemp seed proteins: peptidomic analysis, molecular docking, and dynamics simulation // International Journal of Molecular Sciences. 2025. V. 26. № 5. P. 2222. doi: 10.3390/ijms26052222

3. Zhang Z., Ge J., Wei L. et al. Isolation and identification of novel hemp seed protein-derived pancreatic lipase inhibitory peptides // Food Bioscience. 2025. V. 63. P. 105834. doi: 10.1016/j.fbio.2025.105834

4. Montserrat-de la Paz S., Villanueva-Lazo A., Millan F. et al. Production and identification of immunomodulatory peptides in intestine cells obtained from hemp industrial by-products // Food Research International. 2023. V. 174. P. 113616. doi: 10.1016/j.foodres.2023.113616

5. Алексаночкин Д.И., Фоменко И.А., Детинкин И.А. и др. Оптимизация щелочной экстракции и изоэлектрического осаждения белка конопли для использования в пищевой промышленности // Техника и технология пищевых производств. 2026. Т. 56. № 2. С. 220–232. doi: 10.21603/2074-9414-2026-2-2633

6. Gupta S., Kapoor P., Chaudhary K. et al. In silico approach for predicting toxicity of peptides and proteins // PLoS ONE. 2013. V. 8. № 9. P. e73957. doi: 10.1371/journal.pone.0073957

7. Sharma A., Singla D., Rashid M., Raghava G.P.S. Designing of peptides with desired half-life in intestine-like environment // BMC Bioinformatics. 2014. V. 15. № 1. P. 282. doi: 10.1186/1471-2105-15-282

8. Gao J., Li T., Chen D. et al. Identification and molecular docking of antioxidant peptides from hemp seed protein hydrolysates // LWT. 2021. V. 147. P. 111453. doi: 10.1016/j.lwt.2021.111453

9. Cruz-Chamorro I., Santos-Sánchez G., Bollati C. et al. Hempseed (Cannabis sativa) peptides WVSPLAGRT and IGFLIIWV exert anti-inflammatory activity in the LPS-stimulated human hepatic cell line // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2022. V. 70. № 2. P. 577–583. doi: 10.1021/acs.jafc.1c07520

10. Li Y., Fan Y., Liu J. et al. Identification, characterization and in vitro activity of hypoglycemic peptides in whey hydrolysates from rubing cheese by-product // Food Research International. 2023. V. 164. P. 112382. doi: 10.1016/j.foodres.2022.112382

11. Nong N.T.P., Sutopo C.C.Y., Hung W.T. et al. The molecular docking and inhibition kinetics of angiotensin I-converting enzyme inhibitory peptides derived from soft-shelled turtle yolk // Applied Sciences. 2022. V. 12. № 23. P. 12340. doi: 10.3390/app122312340

12. Liu C., Fang L., Min W. et al. Exploration of the molecular interactions between angiotensin-I-converting enzyme (ACE) and the inhibitory peptides derived from hazelnut (Corylus heterophylla Fisch.) // Food Chemistry. 2018. V. 245. P. 471–480. doi: 10.1016/j.foodchem.2017.10.095

13. Thoma R., Löffler B., Stihle M. et al. Structural basis of proline-specific exopeptidase activity as observed in human dipeptidyl peptidase-IV // Structure. 2003. V. 11. № 8. P. 947–959. doi: 10.1016/S0969-2126(03)00152-7

14. Juillerat-Jeanneret L. Dipeptidyl peptidase IV and its inhibitors: therapeutics for type 2 diabetes and what else? // Journal of Medicinal Chemistry. 2014. V. 57. № 6. P. 2197–2212. doi: 10.1021/jm400658e

15. Luan J., Wang L., Yang J. et al. Identification, molecular docking, and protective effects on H2O2 induced HEK 293 cell oxidative damage of antioxidant peptides from Pacific saury (Cololabis saira) // Food & Function. 2023. V. 14. № 1. P. 160–170. doi: 10.1039/D2FO02910C

16. Yan Y., Zhou A., Carrell R.W., Read R.J. Structural basis for the specificity of renin-mediated angiotensinogen cleavage // Journal of Biological Chemistry. 2019. V. 294. № 7. P. 2353–2364. doi: 10.1074/jbc.RA118.006608

17. Li Y., Gu M., Shi F. et al. Identification of novel renin inhibitory peptides from tartary buckwheat albumin hydrolysates by molecular docking // Process Biochemistry. 2024. V. 138. P. 120–129. doi: 10.1016/j.procbio.2024.01.014

18. Lu H., Xie T., Wu Q. et al. Alpha-glucosidase inhibitory peptides: sources, preparations, identifications, and action mechanisms // Nutrients. 2023. V. 15. № 19. P. 4267. doi: 10.3390/nu15194267

19. Bařinka C., Rovenská M., Mlcochová P. et al. Structural insight into the pharmacophore pocket of human glutamate carboxypeptidase II // Journal of Medicinal Chemistry. 2007. V. 50. № 14. P. 3267–3273. doi: 10.1021/jm070133w

20. Sarkar A., Concilio S., Sessa L. et al. Advancements and novel approaches in modified AutoDock Vina algorithms for enhanced molecular docking // Results in Chemistry. 2024. V. 7. P. 101319. doi: 10.1016/j.rechem.2024.101319

21. Muhammed M.T., Aki-Yalcin E. Molecular docking: principles, advances, and its applications in drug discovery // Letters in Drug Design & Discovery. 2024. V. 21. № 3. P. 480–495.

22. Fan H., Liu H., Zhang Y. et al. Review on plant-derived bioactive peptides: biological activities, mechanism of action and utilizations in food development // Journal of Future Foods. 2022. V. 2. № 2. P. 143–159. doi: 10.1016/j.jfutfo.2022.03.003

23. Sánchez A., Vázquez A. Bioactive peptides: a review // Food Quality and Safety. 2017. V. 1. № 1. P. 29–46. doi: 10.1093/fqsafe/fyx006

24. Sun L., Liu J., He Z., Du R. Plant-derived as alternatives to animal-derived bioactive peptides: a review of the preparation, bioactivities, structure–activity relationships, and applications in chronic diseases // Nutrients. 2024. V. 16. № 19. P. 3277. doi: 10.3390/nu16193277

25. Avilés-Gaxiola S., García-Aguiar I., Jiménez-Ortega L.A. et al. Bioactive plant peptides: physicochemical features, structure-function insights and mechanism of action // Molecules. 2025. V. 30. № 18. P. 3683. doi: 10.3390/molecules30183683

26. Pinzi L., Rastelli G. Molecular docking: shifting paradigms in drug discovery // International Journal of Molecular Sciences. 2019. V. 20. № 18. P. 4331. doi: 10.3390/ijms20184331

27. Meng X.Y., Zhang H.X., Mezei M., Cui M. Molecular docking: a powerful approach for structure-based drug discovery // Current Computer-Aided Drug Design. 2011. V. 7. № 2. P. 146–157. doi: 10.2174/157340911795677602

28. Pagadala N.S., Syed K., Tuszynski J. Software for molecular docking: a review // Biophysical Reviews. 2017. V. 9. № 2. P. 91–102. doi: 10.1007/s12551-016-0247-1

29. Bařinka C., Rojas C., Slusher B., Pomper M. Glutamate carboxypeptidase II in diagnosis and treatment of neurologic disorders and prostate cancer // Current Medicinal Chemistry. 2012. V. 19. № 6. P. 856–870. doi: 10.2174/092986712799034888

30. Bayés-Genís A., Barallat J., Richards A.M. A test in context: neprilysin: function, inhibition, and biomarker // Journal of the American College of Cardiology. 2016. V. 68. № 6. P. 639–653. doi: 10.1016/j.jacc.2016.04.060

31. Mathur D., Singh S., Mehta A. et al. In silico approaches for predicting the half-life of natural and modified peptides in blood // PLoS ONE. 2018. V. 13. № 6. P. e0196829. doi: 10.1371/journal.pone.0196829

32. Gopinatth V., Mendez R.L., Ballinger E., Kwon J.Y. Therapeutic Potential of Tuna Backbone Peptide and Its Analogs: An In Vitro and In Silico Study // Molecules. 2021. V. 26. № 7. P. 2064. doi: 10.3390/molecules26072064

33. Gorris H.H., Bade S., Röckendorf N. et al. Rapid profiling of peptide stability in proteolytic environments // Analytical Chemistry. 2009. V. 81. № 4. P. 1580–1586. doi: 10.1021/ac802324f

34. Minekus M., Alminger M., Alvito P. et al. A standardised static in vitro digestion method suitable for food – an international consensus // Food & Function. 2014. V. 5. № 6. P. 1113–1124. doi: 10.1039/c3fo60702j