Статья посвящена анализу источников, методов получения и биомедицинского потенциала хондроитин сульфата (ХС), с особым акцентом на возможность его экстракции из побочных продуктов переработки пресноводных рыб. ХС, как сульфатированный гликозаминогликан, является ключевым структурным и функциональным компонентом внеклеточного матрикса, играя критическую роль в поддержании здоровья суставов, нейропластичности, регенерации тканей и модуляции воспалительных процессов. Его биологическая активность напрямую зависит от структурных особенностей, таких как степень сульфатирования («сульфатный код»), молекулярная масса и пространственная организация, которые, в свою очередь, определяются источником сырья и технологией выделения. В работе подчеркивается, что традиционное промышленное производство ХС опирается на сырье животного происхождения (хрящи крупного рогатого скота, свиней, кур), что сопряжено с рядом ограничений, включая религиозные аспекты, риски зоонозных заболеваний и нестабильность сырьевой базы. В этом контексте гидробионты, и особенно побочные продукты рыбоперерабатывающей промышленности (скелеты, хрящи, головы), рассматриваются как перспективная и устойчивая альтернатива. Использование такого сырья позволяет решить проблему утилизации отходов и соответствует принципам экономики замкнутого цикла. В статье проводится детальный обзор традиционных (щелочной и кислотный гидролиз) и современных (ферментативный, ультразвуковой, микроволновой, сверхкритическая флюидная экстракция) методов извлечения ХС. Делается вывод, что разработка эффективных и рентабельных технологий получения ХС из рыбных отходов представляет собой актуальную научно-практическую задачу. Такие технологии должны обеспечивать не только высокий выход и чистоту, но и сохранение специфической структуры сульфатированных изоформ, что определяет их терапевтическую эффективность. Внедрение подобных решений позволит расширить сырьевую базу для производства ХС, создать новые цепочки добавленной стоимости в рыбной отрасли и удовлетворить растущий рыночный спрос на функциональные нутрицевтики и биомедицинские материалы с предсказуемыми свойствами.

1. Mikami T., Kitagawa H. Biosynthesis and function of chondroitin sulfate. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – General Subjects. 2013. vol. 1830. no. 10. pp. 4719–4733.

2. Poh Z.W., Gan C.H., Lee E.J., Guo S., Yip G.W., Lam Y. Divergent Synthesis of Chondroitin Sulfate Disaccharides and Identification of Sulfate Motifs that Inhibit Triple Negative Breast Cancer. Scientific Reports. 2015. vol. 5. p. 14355.

3. Bishnoi M., Jain A., Hurkat P., Jain S.K. Chondroitin sulphate: A focus on osteoarthritis. Glycoconjugate Journal. 2016. vol. 33. no. 5. pp. 693–705.

4. Volpi N. Chondroitin Sulfate Safety and Quality. Molecules. 2019. vol. 24. no. 8. p. 1447.

5. Shi Y., Meng Y.C., Li J.R., Chen J., Liu Y.H., Bai X. Chondroitin Sulfate: Extraction, Purification, Microbial and Chemical Synthesis. Journal of Chemical Technology & Biotechnology. 2014. vol. 89. no. 10. pp. 1445–1465.

6. Jin X., Zhang W., Wang Y., Sheng J., Kang Z.J.G.C. Biosynthesis of non-animal chondroitin sulfate from methanol using genetically engineered Pichia pastoris. Green Chemistry. 2021. vol. 23. no. 12. pp. 4365–4374.

7. Volpi N. Chondroitin Sulfate: Structure, Role, and Pharmacological Activity. Advances in Pharmacology. 2009. vol. 57. pp. 1–36.

8. Sugahara K., Kitagawa H. Recent advances in the study of the biosynthesis and functions of sulfated glycosaminoglycans. Current Opinion in Structural Biology. 2002. vol. 12. no. 5. pp. 578–586.

9. Lauder R.M. Chondroitin sulphate: a complex molecule with potential impacts on a wide range of biological systems. Glycoconjugate Journal. 2009. vol. 26. no. 3. pp. 277–280.

10. Luo X.M., Fosmire G.J., Leach R.M., Jr. Chicken keel cartilage as a source of chondroitin sulfate. Poultry Science. 2002. vol. 81. no. 7. pp. 1086–1089.

11. Shen Q., Zhang C., Jia W., Qin X., Cui Z., Mo H., Richel A. Co-production of chondroitin sulfate and peptide from liquefied chicken sternal cartilage by hot-pressure. Carbohydrate Polymers. 2019. vol. 222. p. 115015.

12. Srichamroen A., Nakano T., Pietrasik Z., Ozimek L., Betti M. Chondroitin sulfate extraction from broiler chicken cartilage by tissue autolysis. LWT – Food Science and Technology. 2013. vol. 50. no. 2. pp. 607–612.

13. Wang X., Shen Q., Zhang C., Jia W., Han L., Yu Q. Chicken leg bone as a source of chondroitin sulfate. Carbohydrate Polymers. 2019. vol. 207. pp. 191–199.

14. Nakano T., Pietrasik Z., Ozimek L., Betti M.J.P.B. Extraction, isolation and analysis of chondroitin sulfate from broiler chicken biomass. Process Biochemistry. 2012. vol. 47. no. 12. pp. 1909–1918.

15. Nakano T., Ozimek L. Chondroitin sulphate distribution in broiler chicken carcasses. British Poultry Science. 2014. vol. 55. no. 1. pp. 54–58.

16. Zou Z., Wei M., Fang J., Dai W., Sun T., Liu Q., Gong G., Liu Y., Song S., Ma F. et al. Preparation of chondroitin sulfates with different molecular weights from bovine nasal cartilage and their antioxidant activities. International Journal of Biological Macromolecules. 2020. vol. 152. pp. 1047–1055.

17. Muthusamy A., Achur R.N., Valiyaveettil M., Madhunapantula S.V., Kakizaki I., Bhavanandan V.P., Gowda C.D. Structural characterization of the bovine tracheal chondroitin sulfate chains and binding of Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. Glycobiology. 2004. vol. 14. no. 7. pp. 635–645.

18. Achur R.N., Muthusamy A., Madhunapantula S.V., Bhavanandan V.P., Seudieu C., Channe Gowda D. Chondroitin sulfate proteoglycans of bovine cornea: Structural characterization and assessment for the adherence of Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – General Subjects. 2004. vol. 1701. no. 1–2. pp. 109–119.

19. Rees S.G., Flannery C.R., Little C.B., Hughes C.E., Caterson B., Dent C.M. Catabolism of aggrecan, decorin and biglycan in tendon. Biochemical Journal. 2000. vol. 350. no. 1. pp. 181–188.

20. Hitchcock A.M., Yates K.E., Costello C.E., Zaia J. Comparative glycomics of connective tissue glycosaminoglycans. Proteomics. 2008. vol. 8. no. 7. pp. 1384–1397.

21. da Cunha A.L., Aguiar J.A.K., Correa da Silva F.S., Michelacci Y.M. Do chondroitin sulfates with different structures have different activities on chondrocytes and macrophages? International Journal of Biological Macromolecules. 2017. vol. 103. pp. 1019–1031.

22. Yanagishita M., Rodbard D., Hascall V.C. Isolation and characterization of proteoglycans from porcine ovarian follicular fluid. Journal of Biological Chemistry. 1979. vol. 254. no. 3. pp. 911–920.

23. Watanabe M., Nojima M., Shibata T., Hamada M. Maturation-related biochemical changes in swine anterior cruciate ligament and tibialis posterior tendon. Journal of Orthopaedic Research. 1994. vol. 12. no. 5. pp. 672–682.

24. Nakano T., Sunwoo H.H., Li X., Price M.A., Sim J.S. Study of Sulfated Glycosaminoglycans from Porcine Skeletal Muscle Epimysium Including Analysis of Iduronosyl and Glucuronosyl Residues in Galactosaminoglycan Fractions. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1996. vol. 44. no. 6. pp. 1424–1434.

25. Seno N., Anno K., Yaegashi Y., Okuyama T. Microheterogeneity of chondroitin sulfates from various cartilages. Connective Tissue Research. 1975. vol. 3. no. 2. pp. 87–96.

26. Sunwoo H.H., Nakano T., Hudson R.J., Sim J.S. Isolation, characterization and localization of glycosaminoglycans in growing antlers of wapiti (Cervus elaphus). Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 1998. vol. 120. no. 2. pp. 273–283.

27. Scott J.E., Hughes E.W. Chondroitin sulphate from fossilized antlers. Nature. 1981. vol. 291. no. 5817. pp. 580–581.

28. Zhao Q.C., Kiyohara H., Nagai T., Yamada H. Structure of the complement-activating proteoglycan from the pilose antler of Cervus nippon Temminck. Carbohydrate Research. 1992. vol. 230. pp. 361–372.

29. Vázquez J.A., Rodríguez-Amado I., Montemayor M.I., Fraguas J., González M.D.P., Murado M.A. Chondroitin sulfate, hyaluronic acid and chitin/chitosan production using marine waste sources: Characteristics, applications and eco-friendly processes: A review. Marine Drugs. 2013. vol. 11. no. 3. pp. 747–774.

30. Vieira R.P., Mourão P.A. Occurrence of a unique fucose-branched chondroitin sulfate in the body wall of a sea cucumber. Journal of Biological Chemistry. 1988. vol. 263. no. 34. pp. 18176–18183.

31. Kinoshita-Toyoda A., Yamada S., Haslam S.M., Khoo K.H., Sugiura M., Morris H.R., Dell A., Sugahara K. Structural determination of five novel tetrasaccharides containing 3 O-sulfated D-glucuronic acid and two rare oligosaccharides containing a beta-D-glucose branch isolated from squid cartilage chondroitin sulfate E. Biochemistry. 2004. vol. 43. no. 34. pp. 11063–11074.

32. Sim J.S., Im A.R., Cho S.M., Jang H.J., Jin H.J., Kim Y.S. Evaluation of chondroitin sulfate in shark cartilage powder as a dietary supplement: Raw materials and finished products. Food Chemistry. 2007. vol. 101. no. 2. pp. 532–539.

33. Sugahara K., Nadanaka S., Takeda K., Kojima T. Structural analysis of unsaturated hexasaccharides isolated from shark cartilage chondroitin sulfate D that are substrates for the exolytic action of chondroitin ABC lyase. European Journal of Biochemistry. 1996. vol. 239. no. 3. pp. 871–880.

34. Lignot B., Lahogue V., Bourseau P. Enzymatic extraction of chondroitin sulfate from skate cartilage and concentration-desalting by ultrafiltration. Journal of Biotechnology. 2003. vol. 103. no. 3. pp. 281–284.

35. Shetty A.K., Kobayashi T., Mizumoto S., Narumi M., Kudo Y., Yamada S., Sugahara K. Isolation and characterization of a novel chondroitin sulfate from squid liver integument rich in N-acetylgalactosamine(4,6–disulfate) and glucuronate(3 sulfate) residues. Carbohydrate Research. 2009. vol. 344. no. 13. pp. 1526–1532.

36. Gui M., Song J., Zhang L., Wang S., Wu R., Ma C., Li P. Chemical characteristics and antithrombotic effect of chondroitin sulfates from sturgeon skull and sturgeon backbone. Carbohydrate Polymers. 2015. vol. 123. pp. 454–460.

37. Lee K.B., Kim J.S., Kwak S.T., Sim W., Kwak J.H., Kim Y.S. Isolation and identification of chondroitin sulfates from the mud snail. Archives of Pharmacal Research. 1998. vol. 21. no. 5. pp. 555–558.

38. Field I.C., Meekan M.G., Buckworth R.C., Bradshaw C.J. Chapter 4. Susceptibility of sharks, rays and chimaeras to global extinction. Advances in Marine Biology. 2009. vol. 56. pp. 275–363.

39. Maccari F., Galeotti F., Volpi N. Isolation and structural characterization of chondroitin sulfate from bony fishes. Carbohydrate Polymers. 2015. vol. 129. pp. 143–147.

40. Volpi N. Analytical aspects of pharmaceutical grade chondroitin sulfates. Journal of Pharmaceutical Sciences. 2007. vol. 96. no. 12. pp. 3168–3180.

41. Maccari F., Galeotti F., Volpi N. Enzymatic extraction of chondroitin sulfate from cartilage: A green approach. Carbohydrate Polymers. 2015. vol. 131. pp. 394–403.

42. Li H., Qiu X., Wang Y., Li Z., Chen G., Liu Y. Acid extraction of chondroitin sulfate from shark cartilage: Optimization and characterization. Marine Drugs. 2016. vol. 14. no. 8. p. 154.

43. Wang Y., Li C., Liu P., Ahmed Z., Xiao P., Bai X. Physical properties of sweet potato starch modified by chemical, physical and genetic methods: A review. Ultrasonics Sonochemistry. 2018. vol. 45. pp. 302–314.

44. Chemat F., Vian M.A., Cravotto G. Green extraction of natural products: concept and principles. International Journal of Molecular Sciences. 2012. vol. 13. no. 7. pp. 8615–8627.

45. Zhang Q.W., Lin L.G., Ye W.C. Techniques for extraction and isolation of natural products: a comprehensive review. Chinese Medicine. 2018. vol. 13. no. 1. p. 20.

46. Lauder R.M. Precipitation of chondroitin sulfate from cartilage extracts. Glycoconjugate Journal. 2009. vol. 26. no. 3. pp. 287–294.

47. Maccari F., Galeotti F., Volpi N. Membrane filtration for the purification of chondroitin sulfate. Separation and Purification Technology. 2014. vol. 125. pp. 260–267.

48. Li H., Qiu X., Wang Y., Li Z., Chen G., Liu Y. Combined extraction and purification methods for chondroitin sulfate from marine sources. Marine Biotechnology. 2019. vol. 21. no. 4. pp. 556–570.